GFP转染细胞的周期是怎么制样的？
为了使PI染色能够取得更好的效果，细胞通常需要用乙醇破膜，以使PI能够进入到核内。然而，用乙醇处理后，容易导致胞内可溶性的GFP在破膜后漏出，从而使GFP荧光降低或缺失。用固定剂（如多聚甲醛）虽然可以保留住细胞内的GFP，但是容易导致G0/G1峰的CV系数过大，可通过先固定、再破膜的方法，即先用1％多聚甲醛固定，然后用70％乙醇破膜，最后用含RNAse的PI染液染色。
但是，一定要设置好两个对照：
（1） GFP转染的细胞，不加PI；
（2）未转染GFP，未加药的细胞，加PI。
具体有哪些步骤?
计数细胞
往流式管中加入1×10E6细胞，PBS洗涤一次（300×g离心5分钟，4℃）
用多聚甲醛固定细胞：去上清，加入500 μl 冷PBS，轻柔混匀。加入500 μl冷(4°C)固定液，再次混匀。4℃孵育1小时。
不同种类的细胞，需要不同浓度的多聚甲醛，以获得最佳的保留GFP的效果、获得较好的CV值。
乙醇破膜：300×g离心5分钟（4℃），去上清，再次用3ml冷PBS洗涤1次。逐滴加入1ml 70％的乙醇（－20℃），边加边振荡混匀，4℃孵育过夜。
注意，多聚甲醛固定之后，细胞可能分散在管底，肉眼很难看见。加入乙醇时，振荡动作需要轻柔，乙醇孵育至少2小时以上。
PI染色： 300×g离心5分钟（4℃），去上清，加入1ml PI工作液，常温孵育30分钟。
过滤，上机分析。
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